Kongremiz öncesinde 24–25 Ağustos tarihlerinde Ankara Üniversitesi Tıp Fakültesi Biyofizik Anabilim Dalı laboratuvarlarında kurs düzenlenecektir. Kurs kapsamında hücre voltaj kenetleme protokolü ile kanal akım kaydı, konfokal mikroskopi, hücre içi iyon görüntüleme ve hücreden protein tayini yöntemleri teorik ve pratik olarak ele alınacaktır. Kurs süresince tüm katılımcılar hücre kültürü uygulamalarının yanında sıçan kalbinden enzimatik yolla taze ventriküler kardiyomiyosit izolasyonunu gözlemleme ve izolasyon protokolünü öğrenme imkanına sahip olacaklardır. Kursumuz katılımcılara kapsamlı bir teorik bilgi birikimi kazandırmayı, deneysel tasarım ve veri analizi becerilerini geliştirmeyi, ileri düzey uygulamalı laboratuvar deneyimi kazandırmayı ve böylece daha sonra araştırma süreçlerini bağımsız ve etkin bir şekilde yürütebilecek yetkinliğe ulaşmalarına katkı sağlamayı amaçlamaktadır.
KURS TANITIMI
Katılımcıların aşağıda ayrıntıları verilen dört ayrı modüldeki kurslardan ilgi alanlarına göre iki tanesini seçmeleri beklenmektedir. Seçimler, voltaj kenetleme ve epifloresan görüntüleme ya da western blot ve konfokal mikroskobi teknikleri modülleri arasında yapılacaktır. Böylece kursiyerlerden 4’er kişilik 4 grup oluşturulacaktır. Seçeneklerden kontenjanın dolması halinde kursiyerler diğer seçeneğe yerleştirilecektir. Modüller öncesinde her 4’erli gruba sabah teorik eğitimler verilecektir. Kurs başvurusu başlamıştır ve ilk kayıt yaptıran 16 kişilik kontenjan ile sınırlıdır. Kurs kayıtları kongre kayıt işlemleri sırasında yapılmaktadır. Kurs başvuru için kursiyerlerin kongre sekreterimiz Doç. Dr. Ayşegül DURAK’a e-posta (atoy@ankara.edu.tr) yoluyla modül tercihlerini belirten kurs başvuru formunu iletmeleri gerekmektedir. Kurs programına aşağıda verilen link bağlantısından ulaşılabilmektedir.
Kongre/Konaklama/Kurs ortak kayıt link
Kurs Ücretleri
Lisansüstü Öğrenci: 2500 TL
Öğretim Üyesi: 5000 TL
Maksimum kurs katılımcı sayısı: 16 kişi
Ankara Üniversitesi Biyofizik Laboratuvarlarında düzenlenecek kursun temel özelliği, katılımcı sayısı sınırlı tutulacağı için öğleden sonraki uygulamalı laboratuvar çalışmalarının tüm grup kursiyerleri tarafından gözlemlenebilecek olması ve yine kursiyerlerin aktif olarak uygulamalara katılabilecek olmalarıdır.
Tüm kursiyerlere (Birinci ve ikinci seçenek gruplar) ortak verilecek uygulamalar:
Sıçan izole ventriküler kardiyomiyosit izolasyonu
Eğitmen: Dr. Öğr. Üyesi Gül ŞİMŞEK
Sıçan ventriküler miyositlerinin izolasyonu, modifiye Langendorff perfüzyon sistemi kullanılarak gerçekleştirilecektir. Bu çalışmanın amacı, kalp hücreleri üzerinde araştırma yapmak isteyen kursiyerlere laboratuvarımızda optimize edilen izolasyon protokolünü öğretmek ve yöntemin kendi laboratuvarlarında uygulanabilirliğini sağlamaktır. İzolasyon sürecinde kısaca, çıkarılan sıçan kalbi aort aort kanülasyonu sonrasında kontrollü retrograd olarak sabit akışta perfüze edilecektir. Perfüzyon sırasında kalpte enzimatik sindirim yapılarak ventriküler miyositlerin dokudan ayrışması sağlanacaktır. Bu yöntem, yüksek canlılıkta ve fonksiyonel özelliklerini koruyan ventriküler kardiyomiyositlerin elde edilmesine olanak tanımaktadır.
Temel hücre kültürü eğitimi
Eğitmen: Doç. Dr. Üyesi Ayşegül DURAK
Hücre kültürü eğitimi kapsamında hücre kültürü laboratuvarının kullanımı, temizlik ve bakım süreçleri hakkında temel bilgiler sunulacaktır. Ayrıca hücrelerin kültüre alınması, çoğaltılması, idame edilmesi ve gerektiğinde dondurularak saklanması gibi temel hücre kültürü uygulamaları kursiyerlere uygulamalı olarak gösterilecektir. Bu sayede katılımcıların hücre kültürü tekniklerine ilişkin teorik bilgi edinmelerinin yanı sıra pratik beceriler kazanmaları hedeflenmektedir.
Birinci veya ikinci seçenek gruplara verilecek teorik ders ve uygulamalar:
- SEÇENEK
Modül 1. Voltaj kenetleme yöntemiyle kanal akımlarının değerlendirilmesi
Eğitmen: Doç. Dr. Yusuf OLĞAR
Bu kurs kapsamında, sabah oturumu teorik eğitimlerle başlayacak ve bazı yazılım programları ile pratik uygulamalar yapılacaktır. Daha sonra, deneysel süreçlerde taze izole edilen hücreler, uygun banyo ve pipet içi solüsyonlar kullanılarak deney düzeneğine alınacaktır. Bu solüsyonların içerikleri, osmolarite ve tamponlama özellikleri ile akım izolasyonundaki rolleri ayrıntılı olarak ele alınacaktır. Kanal karakteristiklerinden yararlanılarak spesifik kanal inhibisyonu, iyon replasman protokolleri ve tek bir kanal tipinin diğer akımlardan nasıl ayırt edilebileceği uygulamalı olarak gösterilecektir. Voltaj kenetleme modunda Na⁺ ve Ca²⁺ akımları kaydedilerek akım-voltaj ilişkileri, aktivasyon–inaktivasyon kinetikleri ve pik akım analizleri değerlendirilecektir. Akım kenetleme modu kullanılarak aksiyon potansiyelleri de kaydedilecektir. Eşik değerler belirlendikten sonra, uyarılabilir hücrelerde ‘hep ya da hiç’ yasasının geçerliliği incelenecektir. Ayrıca patch pipetlerinin çekimi, direnç özellikleri, ateşle parlatma (fire-polishing) ve doğru kullanım teknikleri hakkında da bilgi verilecektir. Kurs sonunda katılımcıların uyarılabilir hücrelerde hedeflenen bir kanal aktivitesini ortaya koymaya yönelik deneysel strateji geliştirme ve uygun kayıt protokolünü tasarlama yetkinliğine ulaşmaları amaçlanmaktadır.
Modül 2. Floresan Görüntüleme Teknikleri ile Hücre İçi Kalsiyum Dinamiklerinin Analizi
Eğitmen: Prof. Dr. Erkan TUNCAY
Bu kurs modülü, sabah oturumunda teorik eğitimlerle başlayacak olup floresan görüntülemenin temel prensipleri ele alınacaktır. Hücre içi iyon dinamiklerinin belirlenmesinde kullanılan ratiometrik ve non-ratiometrik floresan boyaların özellikleri ve ölçüm prensipleri detaylı olarak açıklanacaktır. Bu kapsamda, ratiometrik ölçüm prensibine dayanan Fura-2 gibi ve non-ratiometrik ölçümlerde yaygın olarak kullanılan Fluo-4 gibi floresan göstergeleri örnek olarak ele alınacak ve karşılaştırmalı olarak değerlendirilecektir. Ayrıca floresan boya yükleme teknikleri, uygun uyarma ve emisyon dalga boylarının seçimi, fotobozunma (photobleaching), arka plan sinyali ve hareket artefaktlarının kontrolü gibi deneysel sınırlılıklar ayrıntılı biçimde tartışılacaktır. Uygulama aşamasında, taze izole edilen kardiyomiyositler uygun banyo solüsyonları altında görüntüleme sistemine yerleştirilecek ve Fura-2 ve Fluo-4 boya yükleme protokolleri uygulanacaktır. Kullanılan solüsyonların içerikleri, osmolarite ve tamponlama özellikleri ile hücresel fizyolojiyi korumadaki rolleri ele alınacaktır. Floresan görüntüleme teknikleri ile hücre içi Ca²⁺ transientleri kaydedilecek; elde edilen veriler üzerinden transient genliği ve time-to-peak gibi kinetik parametreler analiz edilecektir. Bu sayede hücre içi kalsiyum giriş ve geri alım mekanizmalarının zamana bağlı dinamikleri biyofiziksel açıdan değerlendirilecektir. Katılımcılar ayrıca alan uyarısı altında hücre kasılmalarını gözlemleyerek frekans bağımlı etkileri deneyimleyeceklerdir. Kurs sonunda katılımcıların, floresan temelli görüntüleme yöntemlerini kullanarak hücre içi iyon dinamikleri ile hücresel mekanik aktivite arasındaki ilişkiyi ortaya koyabilecek deneysel stratejiler geliştirmeleri ve uygun kayıt ile analiz protokollerini tasarlama yetkinliği kazanmaları hedeflenmektedir.
- SEÇENEK
Modül 3. Konfokal mikroskopi ve floresan görüntüleme kursu
Eğitmen: Prof. Dr. Hilmi Burak KANDİLCİ
Bu kurs, konfokal mikroskopinin temel prensip ve tekniklerini anlamaya yönelik olarak başlangıç seviyesinde düzenlenmiştir. Tam gün olarak planlanan sabah teorik ve sonrasında uygulamalı eğitim programı kapsamında, konfokal mikroskopi görüntülemede bireysel deneyim kazanmak isteyen katılımcılar için önemli bir öğrenme fırsatı sunmaktadır. Katılımcılar, eğitim süresince gerçekleştirilecek uygulamalı çalışmalarda canlı kardiyomiyositlerden süperfüzyon ortamında asit transport aktivitesinin kaydedilmesi, membran proteinlerinin immünofloresan yöntemle görüntülenmesi, mitokondriyal membran potansiyeli ölçümü, ko-lokalizasyon deneyleri ile deneyler sırasında elde edilen bulguların analizine aktif olarak katılabileceklerdir. Uygulamalı laboratuvar çalışmalarına ek olarak, kurs kapsamında ele alınan teknik ve yöntemlerin kuramsal temelleri ile pratik uygulamalarına ilişkin teorik sabah eğitim oturumları düzenlenecektir. Ayrıca, alanla ilişkili diğer güncel konular ve yöntemler hakkında bilgilendirici dokümanlar da sunulacaktır.
Modül 4. Jel elektroforez (SDS-PAGE) ve Western blotlama
Eğitmen: Doç. Dr. Ayşegül DURAK
Western blot yöntemi protein düzeylerinin belirlenmesi, fosforilasyon gibi post-translasyonel modifikasyonların analiz yöntemidir. Bu kursta, kalp dokusundan taze olarak izole edilen hücrelerden başlanarak protein ekstraksiyonu, proteinlerin moleküler ağırlıklarına göre SDS-PAGE ile ayrılması ve spesifik antikorlar kullanılarak hedef proteinlerin (gerektiğinde fosforile formlarının) miktarlarının ölçülmesi hem teorik hem de uygulamalı olarak ele alınacaktır. Katılımcılar bu eğitim kapsamında,
Canlı hücrelerden protein izolasyonunun temel prensiplerini kavrayacak, SDS-PAGE ve membrana transfer basamaklarının teorik altyapısını öğrenecek, total protein ve fosfo-protein analizleri arasındaki metodolojik ve fonksiyonel farkları anlayacak, antikor seçimi ve optimizasyonunun deney sonuçları üzerindeki kritik rolünü değerlendirebilecek ve elde edilen bantların nicel ve fonksiyonel analizini yapabilme becerisi kazanacaklardır. Ayrıca, katılımcıların deneysel süreçlere aktif katılım imkânı sağlanacaktır. Bu eğitimin temel amacı, yalnızca bir protokolün uygulanmasını öğretmek değil; protein ekspresyonu ve aktivasyon dinamiklerini doğru biçimde analiz edebilecek bilimsel yaklaşımın kazandırılmasıdır.
